Новые катионные углеводсодержащие амфифилы и липосомы на их основе для эффективной доставки коротких нуклеиновых кислот в эукариотические клетки

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Синтезированы новые катионные амфифилы, содержащие остатки лактозы или D-маннозы, и получены катионные липосомы с 1,2-диолеоил-sn-глицеро-3-фосфатидилэтаноламином (DOPE). Изучены цитотоксичность и трансфицирующая активность новых углеводсодержащих амфифилов и катионных липосом в отношении клеток НЕК 293, BHK и BHK IR-780. Показано, что катионные амфифилы эффективно доставляют в эукариотические клетки только короткий олигодезоксирибонуклеотид, меченный флуоресцеином, в то время как катионные липосомы, сформированные амфифилом с остатком лактозы и DOPE, эффективно опосредуют транспорт короткого олигонуклеотида и малой интерферирующей РНК и нетоксичны для клеток. Полученные катионные амфифилы могут быть использованы в качестве средств доставки нуклеиновых кислот как в индивидуальном состоянии, так и в составе катионных липосом.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. В. Шмендель

МИРЭА – Российский технологический университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: elena_shmendel@mail.ru

Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова

Россия, 119571 Москва, просп. Вернадского, 86

А. О. Буянова

МИРЭА – Российский технологический университет

Email: elena_shmendel@mail.ru

Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова

Россия, 119571 Москва, просп. Вернадского, 86

О. В. Марков

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: elena_shmendel@mail.ru
Россия, 630090 Новосибирск, просп. Акад. Лаврентьева, 8

Н. Г. Морозова

МИРЭА – Российский технологический университет

Email: elena_shmendel@mail.ru

Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова

Россия, 119571 Москва, просп. Вернадского, 86

М. А. Зенкова

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: elena_shmendel@mail.ru
Россия, 630090 Новосибирск, просп. Акад. Лаврентьева, 8

М. А. Маслов

МИРЭА – Российский технологический университет

Email: elena_shmendel@mail.ru

Институт тонких химических технологий им. М.В. Ломоносова

Россия, 119571 Москва, просп. Вернадского, 86

Список литературы

  1. Bulaklak K., Gersbach C.A. // Nat. Commun. 2020. V. 11. P. 11–14. https://doi.org/10.1038/s41467-020-19505-2
  2. Mendes B.B., Conniot J., Avital A., Yao D., Jiang X., Zhou X., Sharf-Pauker N., Xiao Y., Adir O., Liang H., Shi J., Schroeder A., Conde J. // Nat. Rev. Methods Prim. 2022. V. 2. P. 24. https://doi.org/10.1038/s43586-022-00104-y
  3. Lundstrom K. // Viruses. 2023. V. 15. P. 698. https://doi.org/10.3390/v15030698
  4. Wang C., Pan C., Yong H., Wang F., Bo T., Zhao Y., Ma B., He W., Li M. // J. Nanobiotechnology. 2023. V. 21. P. 1–18. https://doi.org/10.1186/s12951-023-02044-5
  5. Tseu G.Y.W., Kamaruzaman K.A. // Molecules. 2023. V. 28. P. 1498. https://doi.org/10.3390/molecules28031498
  6. Nsairat H., Alshaer W., Odeh F., Esawi E., Khater D., Bawab A.A., El-Tanani M., Awidi A., Mubarak M.S. // OpenNano. 2023. V. 11. P. 100132. https://doi.org/10.1016/j.onano.2023.100132
  7. Gao Y., Liu X., Chen N., Yang X., Tang F. // Pharmaceutics. 2023. V. 15. P. 178. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics15010178
  8. Iqbal S., Blenner M., Alexander-Bryant A., Larsen J. // Biomacromolecules. 2020. V. 21. P. 1327–1350. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.9b01754
  9. Rai D.B., Pooja D., Kulhari H. // In: Pharmaceutical Applications of Dendrimers, Elsevier Inc., 2019. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-814527-2.00009-3
  10. Jiang Y., Fan M., Yang Z., Liu X., Xu Z., Liu S., Feng G., Tang S., Li Z., Zhang Y., Chen S., Yang C., Law W.C., Dong B., Xu G., Yong K.T. // Biomater. Sci. 2022. V. 10. P. 6862–6892. https://doi.org/10.1039/D2BM01001A
  11. Mirza Z., Karim S. // In: Recent Advancements and Future Challenges. Elsevier Ltd., 2021. https://doi.org/10.1016/j.semcancer.2019.10.020
  12. Duan L., Xu L, Xu X, Qin Z., Zhou X., Xiao Y., Liang Y., Xia J. // Nanoscale. 2021. V. 13. P. 1387–1397. https://doi.org/10.1039/d0nr07622h
  13. Ponti F., Campolungo M., Melchiori C., Bono N., Candiani G. // Chem. Phys. Lipids. 2021. V. 235. P. 105032. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2020.105032
  14. Belhadj Z., Qie Y., Carney R.P., Li Y., Nie G. // BMEMat. 2023. V. 1. P. e12018. https://doi.org/10.1002/bmm2.12018
  15. Liu C., Zhang L., Zhu W., Guo R., Sun H., Chen X., Deng N. // Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2020. V. 18. P. 751–764. https://doi.org/10.1016/j.omtm.2020.07.015
  16. Gangopadhyay S., Nikam R.R., Gore K.R. // Nucleic Acid Ther. 2021. V. 31. P. 245–270. https://doi.org/10.1089/nat.2020.0882
  17. Shmendel E.V., Puchkov P.A., Maslov M.A. // Pharmaceutics. 2023. V. 15. P. 1400. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics15051400
  18. Jain A., Jain S.K. // Curr. Mol. Med. 2018. V. 18. P. 44–57. https://doi.org/10.2174/1566524018666180416101522
  19. Fu S., Xu X., Ma Y., Zhang S., Zhang S. // J. Drug Target. 2019. V. 27. P. 1–11. https://doi.org/10.1080/1061186X.2018.1455841
  20. Battisegola C., Billi C., Molaro M.C., Schiano M.E., Nieddu M., Failla M., Marini E., Albrizio S., Sodano F., Rimoli M.G. // Pharmaceuticals. 2024. V. 17. P. 308. https://doi.org/10.3390/ph17030308
  21. Fatima M., Karwasra R., Almalki W.H., Sahebkar A., Kesharwani P. // Eur. Polym. J. 2023. V. 183. P. 111759. https://doi.org/10.1016/j.eurpolymj.2022.111759
  22. Jain A., Jain A., Parajuli P., Mishra V., Ghoshal G., Singh B., Shivhare U.S., Katare O.P., Kesharwani P. // Drug Discov. Today. 2018. V. 23. P. 960–973. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2017.11.003
  23. Paurević M., Šrajer Gajdošik M., Ribić R. // Int. J. Mol. Sci. 2024. V. 25. P. 1370. https://doi.org/10.3390/ijms25031370
  24. Goswami R., O’hagan D.T., Adamo R., Baudner B.C. // Pharmaceutics. 2021. V. 13. P. 1–14. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics13020240
  25. Goswami R., Chatzikleanthous D., Lou G., Giusti F., Bonci A., Taccone M., Brazzoli M., Gallorini S., Ferlenghi I., Berti F., O’Hagan D.T., Pergola C., Baudner B.C., Adamo R. // ACS Infect. Dis. 2019. V. 5. P. 1546–1558. https://doi.org/10.1021/acsinfecdis.9b00084
  26. Maslov M.A., Medvedeva D.A., Rapoport D.A., Serikov R.N., Morozova N.G., Serebrennikova G.A., Vlassov V.V., Zenkova M.A. // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2011. V. 21. P. 2937–2940. https://doi.org/10.1016/j.bmcl.2011.03.056
  27. Liu K., Jiang X., Hunziker P. // Nanoscale. 2016. V. 8. P. 16091–16156. https://doi.org/10.1039/C6NR04489A
  28. Hayashi Y., Higashi T., Motoyama K., Jono H., Ando Y., Onodera R., Arima H. // Biol. Pharm. Bull. 2019. V. 42. P. 1679–1688. https://doi.org/10.1248/bpb.b19-00278
  29. Gadekar A., Bhowmick S., Pandit A. // Adv. Funct. Mater. 2020. V. 30. P. 1910031. https://doi.org/10.1002/adfm.201910031
  30. Miller K.A., Kumar E.V.K.S., Wood S.J., Cromer J.R., Datta A., David S.A. // J. Med. Chem. 2005. V. 48. P. 2589–2599. https://doi.org/10.1021/jm049449j
  31. Kim B.K., Hwang G.B., Seu Y.B., Choi J.S., Jin K.S., Doh K.O. // Biochim. Biophys. Acta Biomembr. 2015. V. 1848. P. 1996–2001. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2015.06.02027
  32. Luneva A.S., Puchkov P.A., Shmendel E.V., Zenkova M.A., Kuzevanova A.Yu., Alimov A.A., Karpukhin A.V., Maslov M.A. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2018. V. 44. P. 724–731. https://doi.org/10.1134/S1068162019010084
  33. Yang J.P., Huang L. // Gene Ther. 1997. V. 4. P. 950– 960. https://doi.org/10.1038/sj.gt.3300485
  34. Allen M.C., Gale P.A., Hunter A.C., Lloyd A., Hardy S.P. // Biochim. Biophys. Acta. 2000. V. 1509. P. 229–236. https://doi.org/10.1016/s0005-2736(00)00297-2
  35. Li S., Tseng W.C., Stolz D.B., Wu S.P., Watkins S.C., Huang L. // Gene Ther. 1999. V. 6. P. 585–594. https://doi.org/10.1038/sj.gt.3300865
  36. Landry B., Valencia-Serna J., Gul-Uludag H., Jiang X., Janowska-Wieczorek A., Brandwein J., Uludag H. // Mol. Ther. Nucl. Acids. 2015. V. 4. P. e240. https://doi.org/10.1038/mtna.2015.13
  37. Baghban R., Ghasemian A., Mahmoodi S. // Arch. Microbiol. 2023. V. 205. P. 1–15. https://doi.org/10.1007/s00203-023-03480-5
  38. Lin Y.X., Wang Y., Blake S., Yu M., Mei L., Wang H., Shi J. // Theranostics. 2020. V. 10. P. 281–299. https://doi.org/10.7150/thno.35568
  39. Carmichael J., Degraff W.G., Gazdar A.F., Minna J.D., Mitchell J.B. // AACR. 1987. V. 47. P. 936–942.
  40. Audouy S., Molema G., de Leij L., Hoekstra D. // J. Gene Med. 2000. V. 2. P. 465–476. https://doi.org/10.1002/1521-2254(200011/12) 2:6<465::AID-JGM141>3.0.CO;2-Z
  41. Wang F., Yu L., Monopoli M.P., Sandin P., Mahon E., Salvati A., Dawson K.A. // Nanomedicine. 2013. V. 9. P. 1159–1168. https://doi.org/ 10.1016/j.nano.2013.04.010
  42. Reiser A., Woschée D., Mehrotra N., Krzysztoń R., Strey H.H., Rädler J.O. // Integr. Biol. (Camb). 2019. V. 11. P. 362–371. https://doi.org/10.1093/intbio/zyz030

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Углеводсодержащие катионные амфифилы D1–D3.

Скачать (58KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Анализ цитотоксичности липосом D2-DOPE. Выживаемость клеток НЕК 293 оценивали в реальном времени с помощью прибора xCELLigence. Клетки НЕК 293 высаживали в 16-луночные планшеты с плотностью 5 × 103 кл./лунку. После 24 ч к клеткам добавляли катионные липосомы D2-DOPE в концентрации от 4 до 64 мкМ, после 4 ч инкубации с катионными липосомами в среду добавляли FBS до концентрации 10%.

Скачать (143KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Накопление комплексов FITC-ODN с катионными амфифилами D1–D3 в клетках НЕК 293 в присутствии 10% FBS. Комплексы FITC-ODN/катионные амфифилы D1–D3 формировали при соотношениях N/P = 1/1.5, 1/1 и 1.25/1. Процент FITC-положительных клеток (а) и уровень средней интенсивности флуоресценции клеток в популяции (б) определяли методом проточной цитометрии через 4 ч инкубации клеток с комплексами. Стандартное отклонение не превышает 8%.

Скачать (117KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Накопление комплексов FITC-ODN с катионными липосомами D1-DOPE, D2-DOPE и D3-DOPE в клетках НЕК 293. Комплексы FITC-ODN/катионные липосомы D1-DOPE, D2-DOPE и D3-DOPE формировали при соотношениях N/P = 1/2, 1/1 и 2/1. Трансфекцию проводили в отсутствие (а, б) или в присутствии 10% FBS (в, г) в клеточной среде. Процент трансфицированных клеток (а, в) и уровень средней интенсивности флуоресценции клеток в популяции (б, г) измеряли с помощью проточной цитометрии через 4 ч инкубации клеток с комплексами. Стандартное отклонение не превышает 9%.

Скачать (230KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Доставка плазмидной ДНК pEGFP-C2 с помощью катионных амфифилов D1–D3 в клетки HEK 293 в отсутствие (а, б) или присутствии 10% FBS (в, г) в клеточной среде. Процент EGFP-положительных клеток (а, в) и уровень средней интенсивности флуоресценции (экспрессии EGFP) клеток в популяции (б, г) измеряли с помощью проточной цитометрии через 48 ч после инкубации клеток с комплексами. Стандартное отклонение не превышает 8%.

Скачать (205KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Доставка плазмидной ДНК pEGFP-C2 в комплексе с катионными липосомами D1-DOPE, D2-DOPE и D3-DOPE в клетки HEK 293 в отсутствие (а, б) или присутствии 10% FBS (в, г) в клеточной среде. Процент EGFP-экспрессирующих клеток (а, в) и уровень средней интенсивности флуоресценции (экспрессии EGFP) клеток в популяции (б, г) измеряли с помощью проточной цитометрии через 48 ч после инкубации клеток с комплексами. Стандартное отклонение не превышает 7%.

Скачать (216KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Ингибирование экспрессии белка EGFP в трансгенных клетках BHK IR-780 после доставки siРНК с помощью катионных амфифилов D1–D3 (а, б) или катионных липосом D1-DOPE и D2-DOPE (в, г) в отсутствие (а, в) или в присутствии 10% FBS (б, г) в клеточной среде.

Скачать (214KB)
Метаданные
9. Схема 1. Синтез новых катионных амфифилов, содержащих остатки лактозы или D-маннозы. a – 7AcLacBr/4AcManBr, CdCO3; b – Pd/C, NH4+CHOO–; c – янтарный ангидрид, DMAP, Et3N; d – N1,N4,N9-три-трет-бутоксикарбонил-1,12-диамино-4,9-диазадодекан, HBTU, N,N-диизопропилэтиламин; e – 1) TFA, 2) 0.04 н. MeONa/MeOH, 3) 4 н. HCl в диоксане.

Скачать (210KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024